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Molybdopterin spielt in der Natur eine wesentliche Rolle, da es gebunden an Molybdän den Molybdän-Cofaktor bildet, der einer Reihe verschiedener Enzyme als katalytisches Zentrum dient. Der Molybdän-Cofaktor kann zwar aus dem Protein freigesetzt werden, erweist sich dann aber als instabil. Trotz langjähriger Bemühungen konnten der Molybdän-Cofaktor und seine biologischen Vorstufen bisher nicht auf chemischem Wege synthetisiert werden. Daher konnten die bisher gewonnenen Kenntnisse über diese Verbindung nicht anhand von Untersuchungen an dem freien Cofaktor gewonnen werden. Um den Cofaktor in seiner Chemie zu verstehen, beschäftigt sich diese Arbeit mit der chemischen Synthese von Modellverbindungen, die die Aufgaben des natürlichen Cofaktors nachbilden können. Um den Einfluss der verschiedenen Struktureinheiten auf die Stabilität oder die katalytische Aktivität zu verstehen und so ein tieferes Verständnis über Molybdopterin und mögliche Struktur-/Funktionsbeziehungen des natürlichen Cofaktors zu entwickeln, werden einzelne Strukturabschnitte untersucht. Im Rahmen dieser Arbeit war der Fokus das Verständnis der Chemie des Pyrazin-Pyran-Dithiolen-Strukturabschnittes und nach Möglichkeit die Entwicklung alternativer Modellverbindungen, die in der Lage sind Sauerstoff-Transport-Reaktionen zu katalysieren und/oder mit dem Apoenzym verbunden werden können. Im besten Falle kann so eine Modellverbindung als Behandlungsmöglichkeit der Molybdän-Cofaktor-Defizienz eingesetzt werden, bei Bindung mit dem Apoenzym für iSOD (isolierte Sulfitoxidase-Defizienz) oder bei Nichtbindung für MoCo-Defizienz Typ B. Für die Synthese der Pyrazin-Pyran-Dithiolen-Liganden sollten bereits literaturbekannte Syntheserouten insbesondere von Garner modifiziert und optimiert werden. Vergleichsweise sollten auch Ligandensysteme mit einer CH2-Gruppe anstelle der Sauerstofffunktion des Pyrans synthetisiert werden. Des Weiteren sollten neue Synthesewege zu strukturell und elektronisch ähnlichen Verbindungen entwickelt werden. Die so gewonnenen Ligandensysteme sollten anschließend mit vorzugsweise Molybdän, aber auch Wolfram komplexiert werden.
Der gesamte Zellmetabolismus besteht aus einem effektiven System an Enzymkaskaden, um das Leben zu ermöglichen. Hier werden Stoffe ohne Abtrennung oder Aufarbeitung über verschiedene Intermediate selektiv zum Produkt umgesetzt. Die Ersparnis an Zeit, Kosten und Abfall durch den Wegfall von Reinigungen der Zwischenprodukte und der direkte Umsatz von toxischen oder instabilen Intermediaten zum Produkt machen Kaskadenreaktionen zu einem aktuellen und interessanten Anwendungsbereich der Biotechnologie. Im Rahmen dieser Doktorarbeit konnte erfolgreich eine in vivo Enzymkaskade aus drei Oxidoreduktasen etabliert, untersucht und mit Fusionsproteinen verbessert werden. Zur Etablierung der in vivo Enzymkaskade aus Alkoholdehydrogenase, Enoatreduktase und Baeyer-Villiger-Monooxygenase im Rahmen eines DFG-Projekts (Bo1862/6-1) in Zusammenarbeit mit der Technischen Universität Wien wurde zunächst nach den geeigneten Enzyme gesucht. Mit einer Alkoholdehydrogenase aus Laktobacillus kefir und einer Alkoholdehydrogenase aus Rhodococcus ruber konnte eine Oxidation von chiralen Cyclohexenol-Derivaten und Carveolen zu den entsprechenden prochiralen Ketonen erfolgen. Im Rahmen der Suche nach geeigneten Enzymen für die Kaskade wurde von drei neuen Enoatreduktasen aus Pseudomonas putida ATCC 17453 das Substratspektrum untersucht. Die xenobiotische Reduktase A (XenA), die xenobiotische Reduktase B (XenB) und die N-Ethylmaleimid-Reduktase (NemA) akzeptierten sowohl aliphatische als auch cyclische Ketone und Aldehyde. Sehr gute Umsätze konnten mit Imiden und Carvonen nachgewiesen werden. Besonders die XenA und XenB zeigten mit über 99 % Enantiomerenüberschuss in der Bildung von Dihydrocarvonen exzellente Stereoselektivitäten. In der Enzymkaskade setzten dann die XenB oder das Old yellow enzyme (OYEI) die α,β-ungesättigen Ketone selektiv zu den chiralen Ketonen um. Diese wurde dann von der Cyclohexanon-monooxygenase (CHMO) aus Acinetobacter species in die gewünschten chirale Laktone umgesetzt. Nach erfolgreichen Klonierungen konnten alle vier Enzymkombinationen der Enzymkaskade löslich und aktiv in einem E. coli-Stamm kultiviert werden. Mit der Kombination verschiedener nicht-natürlich verbundener Biokatalysatoren konnten in vivo Cyclohexenol und einfach Methyl-substituierte Cyclohexenol-Derivate selektiv zu chiralen Laktonen umgesetzt werden. Wir konnten durch Auswahlmöglichkeiten zwischen verschiedenen Alkoholdehydrogenasen und Enoat-reduktasen modular agieren und so zum Beispiel innerhalb von 20 Stunden die Reaktion von 4 Methyl-2-cyclohexenol zu 100 % in das optisch reine Lakton in E. coli katalysieren. Auch die für die Polymerindustrie interessanten Dihydrochalconlaktone konnten mit sehr guten Umsätzen und mit über 99 %ee hergestellt werden. Nach der erfolgreichen Etablierung der Enzymkaskade wurde die Umsatzgeschwindigkeit mit Hilfe von Fusionsproteinen noch einmal gesteigert. Dafür wurde die Auswirkung von verschiedenen Linkern und die Abfolge der Enzymdomänen im Fusionsprotein aus XenB-Domäne und CHMO-Domäne untersucht. Mit dem Fusionsproteine CHMO_G_XenB konnte nach einer Stabilisierung der CHMO-Domäne ein sehr guter Biokatalysator hergestellt werden. Anwendungen in der in vivo Enzymkaskade zeigten schnellere Umsätze für Cyclohexenol und Carveol. Ein aktives Fusionsprotein aus Alkoholdehydrogenase, XenB und CHMO konnte nicht etabliert werden, da beide Alkoholdehydrogenasen aus der Enzymkaskade bei der Fusionierung inaktiviert wurden. Auch wenn kein aktives Fusionsprotein aus drei verschiedenen Enzymdomänen hergestellt werden konnte, ist mit der erstmaligen Fusion einer Enoatreduktase und einer Baeyer-Villiger-Monooxygenase die neue in vivo Enzymkaskade verbessert worden. Somit konnte in dieser Doktorarbeit die erfolgreiche Anwendung von einer modularen in vivo Enzymkaskaden für die Herstellung chiraler Laktone für die Polymerchemie gezeigt werden.