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Natürliche Metabolite sind Ausgangsstoff für eine Reihe von Arzneimitteln wie zum Beispiel Antibiotika. Doch bis zur Anwendung am Menschen sind viele Analyseschritte notwendig. Da viele Naturstoffe nicht in ausreichenden Mengen zur Verfügung gestellt werden können, wird deren Funktionsanalyse und Anwendung erschwert. Für dieses Defizit sind im Wesentlichen zwei Ursachen zu nennen. Entweder ist eine Vielzahl der Produzenten nicht kultivierbar oder eine ausreichende Synthese ist unter Laborbedingungen im Ausgangsstamm nicht möglich. Aus diesem Grund sind alternative Strategien wie zum Beispiel eine heterologe Expression dieser Synthese-Cluster in geeigneten Wirten notwendig. Dies war der Ansatzpunkt für die vorliegende Arbeit. Eine besondere Bedeutung innerhalb der Naturstoffe kommt der strukturell diversen und mitunter sehr komplexen Gruppe der Polyketide und nichtribosomalen Peptide zu, die oft pharmazeutisch relevante Wirkungen aufweisen. Die für ihre Synthese verantwortlichen Enzyme (PKS und NRPS) sind häufig beachtliche Multienzymkomplexe, die durch Gencluster codiert werden, deren Größe von 10–100 kbp reichen kann. Bisher wurden für die heterologe Produktion dieser Metabolite in erster Linie Actinomyceten wie zum Beispiel Streptomyces coelicolor und Myxococcus xanthus, die selbst eine Vielzahl an Polyketiden und nichtribosomalen Peptiden synthetisieren, oder Escherichia coli genutzt. In der vorliegenden Arbeit wurde Bacillus subtilis, der bereits breite Anwendung in der industriellen Herstellung von technischen und pharmazeutischen Proteinen findet, erstmals als heterologer Wirt für die Synthese eines Polyketids (6-Desoxyerythronolid B) und eines nichtribosomalen Peptids (Enniatin B) eingesetzt. Zu diesem Zweck wurde ein Klonierungsprotokoll für die schnelle und wiederholte Genommodifizierung entwickelt. Dieses basiert auf der Kombination von transformationssteigernden Elementen (sogenannten six-sites) mit der chromosomalen Integration einer induzierbaren Kopie des Kompetenzfaktors ComS. Zur Markerentfernung wurde das Cre-lox-System implementiert. Durch die zusätzliche Deletion des Restriktions- und Modifikationssystems wurde eine weitere Voraussetzung zur chromosomalen Integration großer Gencluster geschaffen. Damit steht nun ein optimiertes Protokoll für die Konstruktion von B. subtilis-Expressionsstämmen und deren weiterer genomischer Modifizierung zur Verfügung. Als Vertreter einer komplexen Polyketidsynthase wurde die Desoxyerythronolid B-Synthase (DEBS) aus Saccharopolyspora erythraea ausgewählt. Dieser aus drei ca. 300–350 kDa großen Proteinen (DEBS1–3) bestehende Enzymkomplex ist für die Bildung des Makrolids 6-Desoxyerythronolid B (6dEB) verantwortlich, das die Vorstufe des antibiotisch wirksamen Erythromycins darstellt. Das korrespondierende Gencluster umfasst drei ca. 10 kb große Gene (eryAI–III) und konnte erfolgreich in drei Operonstrukturen im Genom von B. subtilis lokalisiert werden: als i) natürliches Operon, ii) modifiziertes Operon mit optimierten RBS und iii) drei separate Expressionskassetten. Unter fed-batch-simulierenden Bedingungen (EnBase-System) gelang dabei ein positiver Metabolitennachweis für den Stamm mit drei separaten Expressionskassetten. Um das Zellwachstum und die 6dEB-Synthese zu verbessern, wurden weiterführende Genommodifizierungen des Produktionsstammes vorgenommen, von denen sich einige positiv auf die Produktbildung auswirkten. Mit diesem Versuch wurde erstmals die prinzipielle Eignung von B. subtilis als heterologer Produzent für komplexe Polyketide erbracht. Die Enniatin-Synthetase (ESyn) aus dem filamentösen Pilz Fusarium oxysporum wurde als Beispiel einer nichtribosomalen Peptidsynthetase in die Arbeit einbezogen. Aufgrund der handhabaren Größe des esyn-Gens (10 kb) wurde die Expression auf single- und multi-copy-Level untersucht. Dabei wurde auch der Einfluss verschiedener Genommodifizierungen und Änderungen in den Wachstumsbedingungen auf die Produktbildung analysiert. Die Kultivierungsversuche inklusive Metabolitenanalyse wurden in Kooperation mit dem Institut für Biologische Chemie an der TU Berlin durchgeführt. Abschließende Konzentrationen des entsprechenden Metaboliten (Enniatin B), einem zyklischen Hexadepsipetid mit zahlreichen antiinfektiven Wirkungen, wurden auf 4,5 µg/L (single-copy) bzw. 1,2mg/L (multi-copy) beziffert. Damit konnte in B. subtilis zum ersten Mal die heterologe Produktion eines gattungsfremden nichtribosomalen Peptids demonstriert werden. Zusammengefasst beschreibt die präsentierte Arbeit die erfolgreiche Produktion eines komplexen Polyketids und eines nichtribosomalen Peptids. Obwohl weitere Untersuchungen notwendig sind, um einige unerwartete Effekte bestimmter Genommodifizierungen aufzuklären und eine weitere Steigerung in der Produktausbeute zu erreichen, konnte eindeutig belegt werden, dass sich B. subtilis als Wirt für die heterologe Produktion von Sekundärmetaboliten eignet.
Im Rahmen dieser Dissertation wurden Gene von Baeyer-Villiger-Monooxygenasen (BVMOs) aus Cylindrocarpon radicicola ATCC 11011 identifiziert und die Enzyme im Vergleich mit prokaryotischen BVMOs charakterisiert. Ziel dabei war es, das enzymatische Potenzial dieses filamentösen Pilzes bezüglich der biokatalytischen Baeyer-Villiger-Oxidation zu evaluieren.
Da das Genom von C. radicicola nicht sequenziert war, wurden zur Auffindung neuer BVMO-Sequenzen Methoden der Proteinaufreinigung sowie eine Identifizierung über molekularbiologische Ansätze angestrebt. Die BVMO konnte jedoch nicht über eine Aufreinigung aus dem Zellextrakt von C. radicicola, unter Anwendung eines dreistufigen Reinigungsprotokolls, in der für nachgelagerte Untersuchungen erforderlichen Reinheit gewonnen werden. Aus diesem Grund erfolgte die Identifizierung von BVMO-Sequenzen mit Hilfe molekularbiologischer Methoden. Mit degenerierten Primern, welche konservierte Sequenzbereiche bekannter BVMOs enthielten und über die CODEHOP-Strategie abgeleitet wurden, konnten drei zu BVMOs homologe Sequenzfragmente amplifiziert und identifiziert werden. Zwei der Sequenzen waren homolog zu putativen pilzlichen Steroidmonooxygenasen (STMOs). Durch Sequenzvergleiche konnte gezeigt werden, dass diese Sequenzen vermutlich kryptische Gene darstellen. Aus diesem Grund erfolgten keine weiteren Untersuchungen zu diesen zwei Sequenzen. Es gelang jedoch, eine der aus C. radicicola neu identifizierten Sequenzen funktionell in E. coli überzuexprimieren, wobei diese in weiteren Untersuchungen als Cycloalkanonmonooxygenase (CAMO) identifiziert werden konnte. Die Primärstruktur dieser BVMO besteht aus 531 Aminosäureresten, welche ca. 45% Sequenzidentität zu bekannten Cyclohexanonmonooxygenasen (CHMOs) aufweisen. Die Expression des mit aminoterminalem Hexahistidintag fusionierten Proteins wurde erfolgreich auf einen 20-Liter-Maßstab vergrößert und die CAMO nachfolgend aufgereinigt. Die CAMO weist ein breites Substratspektrum auf, wobei ein Umsatz vieler cycloaliphatischer und bicycloaliphatischer Ketone ermittelt werden konnte. Dabei ist die hohe katalytische Effizienz gegenüber Cyclobutanon als eine besondere Eigenschaft dieser BVMO hervorzuheben. Für die CAMO konnte kein Umsatz von Steroiden ermittelt werden. Neben der Oxygenierung von Cycloalkanonen konnte für das Enzym eine Aktivität gegenüber offenkettigen Ketonen wie Cyclobutyl-, Cyclopentyl- und Cyclohexylmethylketon nachgewiesen werden. Die neu beschriebene eukaryotische BVMO katalysiert folglich Reaktionen, die bisher für viele prokaryotische BVMOs - so insbesondere CHMOs - nicht beschrieben wurden. Die nachgewiesene Fähigkeit von C. radicicola, mit Cyclohexanon als einziger Kohlenstoff- und Energiequelle zu wachsen, deutet auf eine katabole Funktion der Umsetzung von Cycloalkanonen hin. Diese Eigenschaft ist für Sanierungsverfahren mineralölbelasteter Umweltkompartimente von Bedeutung und war bisher nur für wenige Pilze bekannt. Da bisher keine BVMOs aus eukaryotischen Organismen rekombinant hergestellt wurden, stellt die im Rahmen dieser Arbeit erfolgreich durchgeführte rekombinante Expression der CAMO aus C. radicicola das erste Beispiel für ein derartiges Enzym dar.
Für einen Großteil der für C. radicicola beschriebenen biokatalytischen Fähigkeiten ist eine Steroidmonooxygenase (STMO) von besonderer Bedeutung. Daher wurde zu Vergleichszwecken das Substratspektrum einer STMO aus Rhodococcus rhodochrous DSM 43269 analysiert. Hierbei konnte erstmals gezeigt werden, dass dieses Enzym neben Steroiden auch weitere offenkettige Ketone wie Cyclopentyl- und Cyclohexylmethylketon umsetzt. Besonders interessant war dabei die nachgewiesene STMO-katalysierte Oxygenierung von Cyclobutanonderivaten, da das Enzym mit Ausnahme dieser Substratgruppe nur lineare Ketone umsetzt.
Da sowohl für die CAMO aus C. radicicola als auch für die STMO aus R. rhodochrous ein Umsatz von Cyclobutanonderivaten nachgewiesen werden konnte, wurde deren Enantioselektivität in Biokatalysen mit dem Substrat 3-Phenylcyclobutanon untersucht und mit der CHMO aus Acinetobacter calcoaceticus verglichen. Die CAMO zeigte dabei eine höhere Enantioselektivität als die CHMO. Dagegen ist die STMO enantiodivergent zur CHMO und weist eine höhere Enantioselektivität als bisher bekannte (S)-selektive BVMOs auf. Die untersuchten BVMOs bieten somit ein hohes Potenzial im Bereich der Herstellung chiraler Butyrolactonderivate, welche wertvolle Bausteine für die Naturstoffsynthese darstellen.
Ein weiterer Aspekt lag in der Erweiterung des Substratspektrums der STMO aus R. rhodochrous über rationales Protein-Design, um so ein tieferes Verständnis der Sequenz-Aktivitäts-Beziehungen zu gewinnen. Basierend auf Ergebnissen der Literatur bezüglich Mutanten der zu dieser STMO homologen Phenylacetonmonooxygenase aus Thermobifida fusca wurden Varianten der STMO aus R. rhodochrous erzeugt. Für diese konnte jedoch kein erweitertes Substratspektrum ermittelt werden.
Im Rahmen der vorliegenden Arbeit wurde ein auf dem Promotor Pdes basierendes Kälte-induzierbares Expressionssystem für B. subtilis konstruiert und sukzessive optimiert. Dazu wurden verschiedene Kälte-regulatorische DNA-Sequenzen aus B. subtilis an das entsprechende Zielgen fusioniert, was neben der Kälte-Induzierbarkeit in einem positiven Einfluss auf die Expressionsstärke durch eine effizientere Translation bzw. Stabilisierung der mRNA resultierte. Vorausgehend wurde in vergleichenden Versuchen die Eignung unterschiedlicher Galaktosidasen zur Verwendung als Reporterenzyme für B. subtilis untersucht. Hierbei wurde erstmals die heterologe Expression einer Kälte-angepassten β-Galaktosidase aus P. haloplanktis TAE79 in B. subtilis durchgeführt und diese durch die Integration der DB-Sequenz sowie einer stem-loop-Struktur aus der 5‘-UTR des B. subtilis cspB-Gens gesteigert. Somit konnte nachgewiesen werden dass sowohl die additiven Sequenzen der cspB-DB und der cspB-sl-UTR als auch des bkdB-Terminators zu einer deutlich erhöhten Synthese der entsprechenden Zielproteine führt. Anhand der Überexpression einer Xylanase aus B. subtilis sowie einer α-Glucosidase aus S. cerevisiae wurde abschließend die Eignung des konstruierten Systems für die sekretorische und intrazelluläre Proteinsynthese in B. subtilis demonstriert. Diese Ergebnisse bestätigen die Eignung von B. subtilis als Wirtsorganismus auch für die Überproduktion kritischer, schwer zu faltender Proteine.
Schwerpunkt der vorliegenden Arbeit war die rekombinante Expression und Reinigung der extrazellulären Domänen der neuralen Zellerkennungsmoleküle P0 und L1. Die gereinigten Proteine sollten für Strukturanalysen verwendet werden. Da es sich sowohl bei P0 als auch bei L1 um Glykoproteine handelt, wurde die rekombinante Expression in eukaryotischen Systemen durchgeführt. Die extrazelluläre Domäne des Zelladhäsionsmoleküls L1 wurde als Fusionsprotein (L1-TEV-Fc) mit einem durch TEV-Protease spaltbaren Fc-Tag in CHO-Zellen exprimiert, die das L1-TEV-Fc in den Zellkulturüberstand sezernierten. Das L1- TEV-Fc konnte erfolgreich über eine Protein A-Säule aufgereinigt werden. Seine biologische Aktivität wurde in einem Neuritenwachstums-Assay nachgewiesen. Um strukturelle Analysen an der extrazellulären Domäne durchführen zu können, sollte der Fc-Tag mit der TEV-Protease abgespalten werden. Obwohl verschiedene Reaktionsparameter wie Temperatur, Inkubationszeit, Konzentration der TEVProtease und die Konzentration der Detergenzien variiert wurden, war eine Spaltung des L1-TEV-Fc im Rahmen dieser Arbeit nicht möglich. Das Zellerkennungsmolekül P0 ist das häufigste Protein im Myelin des peripheren Nervensystems. Im Rahmen der vorliegenden Arbeit sollte neben der wildtypischen auch eine mutierte Form der extrazellulären Domäne des P0-Proteins in Pichia pastoris exprimiert werden. Die mutierte Form des P0-Proteins enthielt einen Aminosäureaustausch an Position 106 von Isoleucin zu Leucin (Ile106Leu), welcher beim Menschen zu einer schweren Form der Charcot-Marie-Tooth’schen Krankheit vom Typ 1B führt. Sowohl die wildtypische als auch die Ile106Leu-Form der extrazellulären Domäne des P0-Proteins konnten in Pichia pastoris exprimiert werden, und wurden als Fusionsproteine mit einem Myc- und einem sechsfachen Histidin-Tag in den Überstand sezerniert. Die Aufreinigung erfolgte über Ni-NTA-Agarose-Beads. Durch eine Fermentation im 35 l-Maßstab konnten beide Fusionsproteine für strukturelle Analysen in größerer Menge produziert und aufgereinigt werden. Eine anschließende Analyse mittels Dynamischer Laserlichtstreuung (DLS) zeigte, dass die Voraussetzungen für die Durchführung eines Kristallisationsscreens mit 480 Bedingungen gegeben waren. Durch Deglykosylierung mit N-Glykosidase F und 1D-NMR-Spektroskopie konnte gezeigt werden, dass die extrazelluläre Domäne des wildtypischen P0-Proteins aus Pichia pastoris glykosyliert ist. Eine Hyperglykosylierung konnte ausgeschlossen werden. Neben dem Einfluss der Ile106Leu-Mutation auf die Struktur der extrazellulären Domäne wurde auch ihr Einfluss auf die homophile Interaktion des P0-Proteins untersucht. In einem Aggregations-Assay mit transient transfizierten CHO-Zellen konnte gezeigt werden, dass die Zellen, die das wildtypische P0 voller Länge exprimierten, im Verhältnis zu P0-Ile106Leu-exprimierenden Zellen stärker aggregierten. Die Ile106Leu-Mutation wirkt sich also offenbar negativ auf die homophile Interaktion des P0-Proteins aus.
Rekombinante Expression und Design der Aminoacylase 1 für die Synthese von N-Acyl-Aminosäuren
(2009)
Im Rahmen der Dissertation wurde die Möglichkeit der enzymatischen N Acylierung von Aminosäuren über eine thermodynamisch kontrollierte Reaktion im wässrigen Medium untersucht. Eine Auswahl von Biokatalysatoren wurde auf ihre Eignung hin untersucht und die Aminoacylase 1 aus der Schweineniere (pAcy1) als Wildtyp-Enzym ausgewählt. Es konnte gezeigt werden, dass das primäre Problem bei der pAcy1-katalysierten Synthese der Modellkomponente N-Lauroyl-L-Glutamat (NLLG) in einem sehr ungünstigen thermodynamischen Gleichgewicht liegt. Dieses konnte zwar durch den pH-Wert zugunsten der Synthese verschoben werden, lieferte aber auch unter optimierten Bedingungen nur unzureichende Umsätze. Als primäre Probleme auf Seiten des Biokatalysators wurde ein niedriges Verhältnis zwischen der Synthese und Hydrolyse des Produktes (S/H-Verhältnis) neben einer vergleichsweise schlechten Akzeptanz langkettiger Acyldonoren identifiziert. Um für eine Optimierung des Enzyms die Methoden des rationalen Protein Designs und der gerichteten Evolution zu nutzen, wurde ein rekombinantes Expressionssystem über ein synthetisches Gen der pAcy1 auf dem Vektor pET52(b) realisiert. Durch die Anpassung des Expressionsmediums, der Temperatur sowie der Co-Expression molekularer Chaperone konnten etwa 80 mg aufgereinigtes Enzym pro Liter Fermentationslösung erhalten werden. Das rekombinante Protein wurde biochemisch charakterisiert und die Aktivität gegenüber dem bevorzugten Substrat der pAcy1 N-Acetyl-L-Methionin (NAM) mit 94 U/mg quantifiziert. Die Optimierung des S/H-Verhältnisses der pAcy1 fokussierte sich auf das Potential der katalytischen Base (E146) zur Protonenaufnahme. Als Basis für ein rationales Design wurde ein Strukturmodell erstellt und ein Aspartat an der Position 346 identifiziert, welches den pKa-Wert von E146 maßgeblich beeinflusst. Durch Modellierungen der Elektrostatik im aktiven Zentrum wurde die Substitution von D346 zu Alanin, Asparaginsäure, Glutamat und Glutamin vorgeschlagen und weiterhin die Mutation der katalytischen Base selbst untersucht. Versuche zur Beschreibung des S/H-Verhältnisses von erstellten Varianten der pAcy1 wurden anschließend mit NAM als Modellkomponente durchgeführt. Bei allen Mutanten war ein starker Rückgang der Gesamtaktivität zu verzeichnen, wobei die Restaktivitäten der 146X-Varianten maximal 0,5% und die der 346X-Varianten maximal 9% bei der Hydrolyse betrugen. Durch die parallele Quantifizierung der Synthesereaktion konnte gezeigt werden, dass sich das S/H-Verhältnis durch die Substitution des Asp346 in beide Richtungen verschieben lässt, wobei die gewünschte Erhöhung des Verhältnisses mit einer stark verminderten Gesamtaktivität einhergeht. Die Mutante D346A wies z.B. eine Erhöhung des S/H-Verhältnisses von 0.02 auf 0.18 auf, wobei allerdings die Restaktivität im Vergleich zum Wildtyp-Enzym bei der Synthese 0.2% und die in der Hydrolyse 0.05% betrug. Zur Erklärung dieser Beobachtungen wurde die pH-Abhängigkeit der pAcy1-Varianten für die Hydrolyse des artifiziellen Substrats Furyl-Acyl-M ethionin (FAM) bestimmt. Eine Verschiebung des pH-Optimums ins Saure bzw. ins Basische korrelierte bei D346A bzw. D346E mit der zuvor bestimmten Verschiebung des S/H-Verhältnisses. Weiterhin sollte die Affinität der pAcy1 gegenüber langkettiger Acyldonoren durch gerichtete Evolution erhöht werden. Da aus der Literatur bekannt ist, dass die Reste I177, T345, L370 die Acylbindetasche des Enzyms definieren, wurden diese über iterative Sättigungsmutagenese randomisiert und so etwa 32.000 Varianten der pAcy1 erzeugt. Zur Charakterisierung einer Mutantenbibliothek wurde ein hochdurchsatzfähiges Expressions- und Screeningsystem etabliert, wofür das bereits realisierte Expressionssystem auf den Mikrolitermaßstab übertragen und auf die besonderen Ansprüche hin optimiert wurde. Zur Charakterisierung der Enzyme wurde eine modifizierte Form eines bereits beschriebenen Proteaseassays verwendet, welcher eine kontinuierliche Messung der entstehenden Aminosäure als Produkt der Hydrolysereaktion erlaubte. Eine vorhergehende Selektion aktiver Varianten auf Minimalmedium erlaubt ein effizientes Screening der Mutantenbibliothek. Das Screening- und Selektionssystem wurde bisher mit der Wildtyp-pAcy1 und einer inaktiven Mutante erfolgreich getestet und zeigte Schwankungen von lediglich ±10%. Das noch ausstehende Screening der Mutantenbibliothek wird in laufenden Arbeiten durchgeführt.